O que são ácaros eriofídeos: dicas para o controle de ácaros eriofídeos em plantas

O que são ácaros eriofídeos: dicas para o controle de ácaros eriofídeos em plantas

Por: Susan Patterson, mestre jardineiro

Portanto, sua planta que antes era linda agora está coberta de galhas feias. Talvez seus botões de flores estejam sofrendo de deformidades. Então, o que são ácaros eriofídeos? Continue lendo para aprender sobre ácaros eriofídeos em plantas e seu controle.

O que são ácaros eriofídeos?

As eriófitas são um dos menores ácaros que se alimentam de plantas, com menos de 1/100 de polegada de comprimento. Como o ácaro é incrivelmente pequeno, é muito difícil identificar esses insetos translúcidos. No entanto, a maior parte da identificação é baseada na planta hospedeira e na natureza do dano ao tecido da planta.

Existem mais de 300 eriofídeos conhecidos, com apenas alguns sendo conhecidos como uma praga séria. Esses ácaros são diferentes dos ácaros aranha por serem muito específicos quanto às plantas hospedeiras que escolhem.

Os ácaros eriofídeos são conhecidos por muitos nomes, incluindo ácaros da bolha, ácaros da vesícula, ácaros dos botões e ácaros da ferrugem, dependendo do tipo de dano que causam. Os ácaros fêmeas passam o inverno nas fendas da casca das árvores, nos botões das folhas ou na serapilheira. Eles são capazes de suportar condições climáticas extremas e começam a se alimentar no início da primavera. Eles podem colocar cerca de 80 ovos ao longo de um mês, o que produz ácaros machos e fêmeas.

Após a eclosão dos ácaros, eles passam por dois estágios de desenvolvimento. A maturidade pode demorar até duas semanas. Os machos não fertilizam as fêmeas, mas deixam bolsas na superfície das folhas pelas quais as fêmeas andam, resultando na fertilização.

Danos ao ácaro eriófide

Os ácaros do botão causam danos aos botões de crescimento de determinadas plantas e frutas. Os ácaros da bílis fazem com que os tecidos dos pelos das plantas se desenvolvam inadequadamente. Isso é comumente visto nas folhas das árvores de bordo.

Ácaros eriofídeos do tipo bolha em plantas podem causar danos muito semelhantes aos ácaros da vesícula, no entanto, os danos do ácaro da bolha ocorrem no tecido foliar interno, ao contrário da superfície da folha. Folhas de pêra e maçã são freqüentemente os alvos escolhidos dos ácaros da ferrugem. Embora os danos dos ácaros da ferrugem não sejam tão graves quanto os de outros ácaros, eles causam ferrugem na parte externa das folhas e pode ocorrer desfolhamento precoce.

Controle de ácaros eriofídeos

O controle do ácaro eriofídeo envolve observação cuidadosa. Se você suspeitar de ácaros, verifique se há bolhas, bronzeamento ou galhas nas folhas. Embora os danos estéticos dos ácaros façam com que os proprietários das plantas sofram, a maioria das plantas não tem problemas em tolerar um grande número de ácaros. Raramente e apenas sob infestações muito graves é sugerido o uso de pesticidas para controlar os ácaros.

Na verdade, os ácaros eriofídeos são uma refeição perfeita de ácaros predadores, que ajudam a controlar os surtos de ácaros aranha prejudiciais. A pulverização de inseticidas de amplo espectro apenas mata esses ácaros predadores necessários. Portanto, tolerar alguma desfiguração e espinhas nas folhas das plantas é, de fato, uma excelente prática de manejo de pragas.

Se desejar, você pode podar as partes danificadas da planta e usar um óleo dormente para matar os ácaros fêmeas que passam o inverno.

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Materiais e métodos

Para analisar os efeitos curativos e preventivos de diferentes miticidas para controlar os danos do ácaro da babosa, três ensaios foram estabelecidos no Centro de Pesquisa Hortícola Aplicada (CfAHR) localizado em Vista, CA (33 ° 11′8,2 ″ N, 118 ° 49′16,66 ″ C). As características dos miticidas usados ​​nesses ensaios estão descritas na Tabela 1.

Características dos miticidas testados contra A. aloinis

Classificação do modo de ação do Comitê de Ação de Resistência a Inseticidas (IRAC 2012).

Rotulado para uso contra ácaros eriofídeos na produção de plantas ornamentais.

Características dos miticidas testados contra A. aloinis

Classificação do modo de ação do Comitê de Ação de Resistência a Inseticidas (IRAC 2012).

Rotulado para uso contra ácaros eriofídeos na produção de plantas ornamentais.

Controle Curativo de A. aloinis Sem remoção de tecido vegetal infectado.

A eficácia de nove miticidas contra A. aloinis foi avaliada em plantas de Aloe reitziiae Variedade Reynolds Reitziiae danificado pelos ácaros da babosa. Setenta plantas infestadas foram obtidas de um produtor cooperante e transportadas para o CfAHR. Eles estavam crescendo em recipientes de plástico de 16,1 cm (2,37 litros) (Pöppelmann Plastics USA LLC, Claremont, NC) preenchidos com substrato sem solo (Sunshine Mix # 4, Sun Gro Horticulture, Bellevue, WA) e foram divididos em grupos de sete plantas . Antes da aplicação do tratamento, duas plantas por grupo foram amostradas de forma destrutiva para confirmar a presença de A. aloinis ( Mesa 2). As cinco plantas replicadas restantes por grupo receberam uma única aplicação de cada tratamento com miticida (≈57 ml por planta) usando um pulverizador de bomba portátil de 5,7 litros (Solo Newport News, VA). Os controles não tratados receberam apenas água. Após a aplicação do tratamento, as plantas foram distribuídas aleatoriamente em um ambiente de viveiro ao ar livre e foram regadas conforme necessário. Nenhum fertilizante adicional foi necessário. A média e o desvio padrão para a temperatura diária, umidade relativa (UR) e precipitação total entre 11 de novembro de 2009 e 4 de janeiro de 2010 foram 12,1 ± 0,3 ° C, 62,4 ± 9,3% e 2,03 mm, respectivamente.

Média (± SE) da área danificada, classificação de gravidade de dano, número de ácaros vivos e número de ovos de A. aloinis nas plantas de A. reitziiae antes do tratamento e 54 DAT com água (controle) ou com nove miticidas selecionados

Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P

Dados anteriores ao tratamento baseados na amostragem destrutiva de duas plantas por grupo.

54 Dados DAT baseados em amostragem destrutiva de cinco plantas por tratamento.

A área (A) com danos visíveis ao ácaro do aloe foi calculada medindo o comprimento (L) e largura (W) no ponto mais largo de todas as lesões presentes em cada planta usando a fórmula: Área (cm 2) = L × W.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", danos severos e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

Média (± SE) da área danificada, classificação de gravidade de dano, número de ácaros vivos e número de ovos de A. aloinis nas plantas de A. reitziiae antes do tratamento e 54 DAT com água (controle) ou com nove miticidas selecionados

Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P

Dados anteriores ao tratamento baseados na amostragem destrutiva de duas plantas por grupo.

54 Dados DAT baseados em amostragem destrutiva de cinco plantas por tratamento.

A área (A) com danos visíveis ao ácaro do aloe foi calculada medindo o comprimento (L) e largura (W) no ponto mais largo de todas as lesões presentes em cada planta usando a fórmula: Área (cm 2) = L × W.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", danos severos e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

Para descrever melhor os danos causados ​​por A. aloinis em plantas experimentais, uma classificação de severidade de dano foi desenvolvida em uma escala de 1–5. Uma classificação de gravidade de dano de "1" indicou que nenhum dano "2" foi designado se as plantas continham apenas pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2, sugerindo a presença de ácaros de aloe "3" indicou deformação óbvia sem evidência de galhas, e uma área de descoloração de 10 a 50 cm 2 uma classificação de “4” foi designada quando uma área de descoloração de 50 a 100 cm 2 foi encontrada, além de deformação severa com a presença de galhas e “ 5 "indicou danos graves e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento canceroso, ou ambos. Na produção ornamental, uma classificação de 2 ou mais significaria que a planta seria destruída e descartada.

Cinquenta e quatro dias após a aplicação do tratamento, todas as plantas foram amostradas de forma destrutiva para determinar a severidade dos danos, a área danificada e o número de ácaros e ovos. A área (A) com danos visíveis ao ácaro do aloe foi calculada medindo o comprimento (L) e largura (W) no ponto mais largo de todas as lesões presentes em cada planta usando a fórmula: A (cm 2) = L × W.

Para amostra de ácaros e ovos de ácaros, as plantas foram decapitadas e a roseta inteira foi transportada para o laboratório. As folhas foram separadas com cuidado para recuperar folhas inteiras com as bainhas correspondentes anexadas e foram examinadas em um estereomicroscópio (Stereozoom 4, Bausch & Lomb, Rochester, NY). Todas as folhas foram examinadas até que uma folha com ácaros fosse identificada. O número de ácaros e ovos de ácaros foi contado em uma área de 17,7 mm 2 marcada por uma broca da cortiça em uma folha por planta.

Controle Curativo de A. aloinis Com Remoção de Tecido Vegetal Infectado.

A eficácia de sete miticidas contra A. aloinis foi avaliada em plantas de Aloe ‘Golias’ com danos recentes visíveis ao ácaro da babosa que cresciam em potes de 7,57 litros. As plantas de babosa foram divididas em grupos de sete plantas por tratamento. Antes da aplicação do tratamento, as folhas danificadas eram removidas com cuidado, arrancando-se toda a folha e cortando-se o máximo possível da bainha. O número médio de folhas por planta variou de 8,1 ± 0,3–11,7 ± 4,8, e o número de folhas danificadas removidas pelo bisturi por planta variou de 3,9 ± 0,3–7,3 ± 2,7. Todas as folhas danificadas foram trazidas de volta ao laboratório e observadas sob um estereomicroscópio para verificar a presença de A. aloinis.

Os miticidas foram aplicados a cada grupo de sete plantas replicadas em 12 de janeiro de 2012 (80 ml por planta). Abamectina, fenazaquin, fenpyroximate e spirotetramat foram aplicados com um surfactante (0,7 ml litro −1 de CapSil [Aquatrols, Paulsboro, NJ]). Carbaril, espiromesifeno e sabonete inseticida foram aplicados sem surfactante. Havia dois grupos de controles não tratados que receberam apenas água ou surfactante.

Após a preparação e a aplicação do tratamento, todas as plantas foram distribuídas aleatoriamente em uma estufa de clima controlado fixada em 23,89-18,3 ° C de temperatura dia-noite, e foram regadas conforme necessário durante o experimento. Fertilizante adicional não era necessário.

As plantas foram verificadas quanto a sintomas de danos uma vez por semana e o número de dias necessários para observar os danos foi registrado. Quando o dano estava presente, uma folha com sintomas de dano foi retirada para determinar o número de ácaros usando um estereomicroscópio.

Seis meses após o tratamento, o índice de crescimento [GI = (H + (D1 + D2) / 2) / 2] de todas as plantas foi calculado com base na altura (H), retirada da superfície do substrato até a folha mais alta, e o diâmetro (D) tomado em duas direções no ponto mais largo (D1) e perpendicular ao ponto mais largo (D2).

A gravidade do dano foi avaliada em uma escala de 1 a 5 e a área danificada por planta foi medida como indicado acima. Quando o dano estava presente, todas as folhas de cada planta foram inspecionadas até que os ácaros fossem encontrados e todos os ácaros daquela folha fossem contados. Se não houvesse evidência de dano, apenas duas folhas da parte central da roseta eram amostradas para confirmar a falta de ácaros. O número total de folhas por planta também foi contado no final do ensaio, e do total determinamos o número de novas folhas produzidas ao longo do ensaio.

Controle Preventivo de A. aloinis.

A eficácia de seis miticidas com e sem surfactante para prevenir os danos do ácaro da babosa foi avaliada em Aloe spinosissima A. Berger. Estacas saudáveis ​​desta planta foram enraizadas em recipientes de 6,25 cm de diâmetro preenchidos com mistura Sunshine # 4 (Sun Gro Horticulture, Bellevue, WA). Eles foram fertilizados uma vez por mês com 150 mg / litro de Peters Excel 15% N 5% P2O2 15% K2O Cal-Mag Special (Everris, North Charleston, SC), e mantido em uma estufa de clima controlado (18,3–23,8 ° C noite-dia). Uma vez que as raízes se desenvolveram, todas as plantas foram transferidas para uma área externa e foram divididas em grupos de 16 plantas por tratamento. O controle não inoculado foi mantido em casa de vegetação para evitar a colonização dos ácaros pela dispersão do vento.

As aplicações de tratamento foram feitas para cada grupo de 16 plantas com um pulverizador manual pressurizado de 5,7 litros (Solo Newport News) em 13 de abril de 2011, 22 de setembro de 2011 e em 9 de janeiro de 2012 (aumentando de 6,26 ml por planta na primeira aplicação para 31,25 ml na terceira aplicação para cobertura completa). Após a aplicação do tratamento, as plantas de babosa foram colocadas em bandejas (porta-vasos, Dillen Products, Middlefield, OH) ≈30 cm de distância e organizadas em um design completamente aleatório. Eles foram inoculados indiretamente com A. aloinis colocando várias plantas infectadas nas proximidades, mas sem tocar nas plantas saudáveis. A média e o desvio padrão da temperatura e UR diárias, entre abril de 2011 e maio de 2012, foram de 16,4 ± 12 ° C e 52,2 ± 28,6%, respectivamente.

Todas as plantas foram inspecionadas uma vez por semana em busca de sinais de infecção do ácaro da babosa começando em 9 de setembro de 2011. Sessenta semanas após o tratamento, eles foram levados ao laboratório para determinar a gravidade dos danos, a quantidade de área danificada e o número de ácaros vivos em uma folha por planta .

Análise de dados.

Os efeitos dos diferentes pesticidas no número de ácaros vivos e ovos por folha, área da planta danificada e severidade do dano, número de folhas por planta e índice de crescimento, foram analisados ​​por análise de variância (JMP Versão 9.0, SAS Institute Inc., Cary , NC). A transformação logarítmica foi aplicada quando necessário para satisfazer as suposições de normalidade e homogeneidade de variância. As médias foram comparadas usando o Fisher Protected Least Significant Difference (P Mesa 2). Cinquenta e quatro dias após a aplicação do tratamento (DAT), as plantas de aloe tratadas com bifentrina, etoxazol, fenpropatrina, milbemectina, espiromesifeno e espirotetramata tiveram um número significativamente menor de ácaros vivos (F= 3,53 df = 9, 20 P= 0,0089) e com bifentrina, espiromesifeno e espirotetramat teve um número significativamente menor de ovos (F= 8,18 df = 9, 20 P Mesa 2).

A aplicação de miticida não teve efeito na quantidade de danos à área da planta (P= 0,42) ou gravidade do dano (P= 0,23). A área da planta danificada e a severidade dos danos aumentaram numericamente em todos os tratamentos 54 DAT. Nenhum tratamento manteve a classificação de danos abaixo de 2,0 e eles não seriam comercializáveis.

Controle Curativo de A. aloinis Com Remoção de Tecido Vegetal Infectado.

Os sintomas de danos em algumas das plantas tratadas começaram entre 75–85 DAT. Aqueles tratados com sabão inseticida (81 ± 2,9 d), fenazaquin + surfactante (98,5 ± 10,5 d) e fenpyroximate + surfactante (85 ± 4,1 d) começaram a apresentar sintomas de dano significativamente mais tarde (F= 6,97 df = 5, 20 P= 0,0006) do que as plantas não tratadas (77 ± 1,4 d). As plantas em todos os tratamentos, exceto aquelas tratadas com surfactante sozinho, tiveram menor severidade de danos (F= 8,30 df = 8, 53 P Tabela 3). Plantas tratadas com carbaril, espiromesifeno e espirotetramat + surfactante não apresentaram sintomas de danos nem presença de ácaros vivos seis MAT. Além disso, eles também eram mais altos (F= 5,08 df = 8, 53 P= 0,0001), teve maior índice de crescimento (F= 4,24 df = 8, 53 P= 0,0006, exceto nas plantas tratadas com espiromesifeno), e um maior número de folhas novas (F= 3,33 df = 8, 53 P= 0,0037) do que os controles não tratados. As plantas tratadas com sabão inseticida também tiveram um número muito baixo de ácaros vivos, gravidade dos danos e um número significativamente maior de folhas novas do que os controles, mas a altura e o IG das plantas foram estatisticamente iguais aos dos controles (Tabela 3).

Gravidade média (± SE) do dano, número de vidas A. aloinis, altura da planta, índice de crescimento e número de novas folhas produzidas em Aloe ‘Golias’ 6 meses após o tratamento com miticidas selecionados

Todas as plantas usadas no ensaio foram infestadas com ácaros da babosa, mas as folhas infestadas foram removidas antes das aplicações de miticida.

Os dados representam a média ± SE de sete repetições por tratamento. Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P ≤ 0,05 conforme determinado pela diferença menos significativa protegida de Fisher.

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) foi adicionado a 0,7 ml litro -1 como um surfactante.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", danos severos e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

O índice de crescimento (IG) foi calculado com base na altura (H), tomada da superfície do substrato até a folha mais alta, e no diâmetro (D), tomada em duas direções, no ponto mais largo e perpendicular ao ponto mais largo , usando a fórmula: GI = [H + (D1 + D2) / 2] / 2.

O número de folhas novas é a diferença entre o número de folhas deixadas na planta após a remoção das folhas infectadas no início do ensaio e o número total de folhas no final do ensaio.

Gravidade média (± SE) do dano, número de vidas A. aloinis, altura da planta, índice de crescimento e número de novas folhas produzidas em Aloe ‘Golias’ 6 meses após o tratamento com miticidas selecionados

Todas as plantas usadas no ensaio foram infestadas com ácaros da babosa, mas as folhas infestadas foram removidas antes das aplicações de miticida.

Os dados representam a média ± SE de sete repetições por tratamento. Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P ≤ 0,05 conforme determinado pela diferença menos significativa protegida de Fisher.

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) foi adicionado a 0,7 ml litro -1 como um surfactante.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", dano severo e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

O índice de crescimento (IG) foi calculado com base na altura (H), tomada da superfície do substrato até a folha mais alta, e no diâmetro (D), tomada em duas direções, no ponto mais largo e perpendicular ao ponto mais largo , usando a fórmula: GI = [H + (D1 + D2) / 2] / 2.

O número de folhas novas é a diferença entre o número de folhas deixadas na planta após a remoção das folhas infectadas no início do ensaio e o número total de folhas no final do ensaio.

Controle Preventivo de A. aloinis.

As plantas de controle não inoculadas foram danificadas e livres de ácaros durante todo o ensaio (60 semanas) após três aplicações de miticidas com e sem surfactante (Tabela 4). Todas as plantas tratadas tiveram área de dano estatisticamente igual, severidade de dano e número de ácaros vivos em comparação com os controles não inoculados, exceto aquelas tratadas apenas com fenazaquina. Todas as plantas tratadas, exceto aquelas tratadas com fenazaquin sozinho, tiveram área de dano menor do que as plantas de controle inoculadas (F= 2,79 df = 15, 240 P= 0,0005). No entanto, apenas as plantas tratadas com fenazaquin + surfactante, fenpyroximate com e sem surfactante e spirotetramat + surfactante tiveram áreas menores danificadas do que as plantas inoculadas tratadas com surfactante. Todas as plantas tratadas, exceto aquelas tratadas com clorfenapir, fenazaquina e espirotetramat, tiveram menos severidade de danos do que as plantas de controle inoculadas (F= 2,29 df = 15, 240 P= 0,0046). No entanto, apenas as plantas tratadas com fenazaquin + surfactante tiveram menor severidade de danos do que as plantas inoculadas e tratadas com surfactante. Todas as plantas tratadas neste ensaio alcançaram uma classificação de severidade abaixo de 2,0 e seriam comercializáveis. Independentemente disso, todas as plantas tratadas, exceto aquelas tratadas com clorfenapir ou fenazaquina, tinham menos ácaros vivos do que as plantas de controle inoculadas (F= 3,26 df = 15, 240 P Tabela 4).

Área média (± SE) danificada, classificação de gravidade de dano e número de ácaros vivos de A. aloinis nas plantas de Aloe spinosissima 60 semanas após o tratamento com miticidas selecionados

As plantas receberam três aplicações durante a duração do ensaio com ≈ 100 dias de intervalo.

Os dados representam a média ± SE de 16 repetições por tratamento. Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P ≤ 0,05 conforme determinado pela diferença menos significativa protegida de Fisher.

A área (A) com danos visíveis ao ácaro do aloe foi calculada medindo o comprimento (L) e largura (W) no ponto mais largo de todas as lesões presentes em cada planta usando a fórmula: Área (cm 2) = L × W.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", danos severos e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) foi adicionado a 0,7 ml litro -1 como um surfactante.

Área média (± SE) danificada, classificação de gravidade de dano e número de ácaros vivos de A. aloinis nas plantas de Aloe spinosissima 60 semanas após o tratamento com miticidas selecionados

As plantas receberam três aplicações durante a duração do ensaio com ≈ 100 dias de intervalo.

Os dados representam a média ± SE de 16 repetições por tratamento. Dentro de cada coluna, as médias seguidas pelas mesmas letras não são significativamente diferentes em P ≤ 0,05 conforme determinado pela diferença menos significativa protegida de Fisher.

A área (A) com danos visíveis ao ácaro do aloe foi calculada medindo o comprimento (L) e largura (W) no ponto mais largo de todas as lesões presentes em cada planta usando a fórmula: Área (cm 2) = L × W.

Escala de classificação de gravidade de dano: "1", nenhum dano "2", plantas com pequenas faixas de descoloração em uma área de 2 a 10 cm 2 "3", deformação óbvia sem galhas e uma área de 10 a 50 cm 2 de descoloração "4", área de descoloração de 50 a 100 cm 2 e deformação severa com galhas "5", danos severos e a presença de> 100 cm 2 da planta descolorida, deformada em crescimento cancerígeno, ou ambos .

CapSil (Aquatrols, Paulsboro, NJ) foi adicionado a 0,7 ml litro -1 como um surfactante.

Houve uma correlação positiva entre o número de ácaros e a área danificada (r 2 =0.75 P Figura 1).

Relação entre o número de ácaros da babosa por planta e a quantidade de área da planta danificada usando dados gerados a partir de 16 réplicas de controles tratados com água no ensaio preventivo.

Relação entre o número de ácaros da babosa por planta e a quantidade de área da planta danificada usando dados gerados a partir de 16 réplicas de controles tratados com água no ensaio preventivo.


Gestão

Controle Cultural

Gerencie culturalmente esses ácaros com os seguintes métodos:

  • Use apenas dentes de semente limpos ao plantar alho.
  • Evite plantar colheitas sucessivas de cebola ou alho e alterne com culturas menos suscetíveis a danos por ácaros do bulbo.
  • Evite plantar cebola ou alho imediatamente após Brassica espécies, milho, grãos, grama sudan ou culturas de cobertura de grama.
  • Considere tratar os dentes de alho com água quente (130ºF por 10–20 minutos) antes de plantar. Observação: embora esta prática possa reduzir as infestações de ácaros, também pode diminuir a germinação.
  • A irrigação por inundação ou fortes chuvas durante o inverno também podem reduzir o número de ácaros no solo.
  • O processo normal de secagem antes do armazenamento pode destruir infestações leves a moderadas.
  • Em outros estados, embeber as sementes em 2% de sabão (não detergente) e 2% de óleo mineral por 24 horas antes do plantio reduziu com sucesso as infestações de ácaros, entretanto, esse método não foi avaliado na Califórnia.

Ácaros

Além dos métodos culturais listados acima, permite a decomposição completa da matéria orgânica, deixando os campos sem plantio (pousio) entre a colheita da safra anterior e o início da safra seguinte. A rotação rápida de uma safra para a próxima promove a sobrevivência dos ácaros na vegetação remanescente no solo da safra anterior. As colheitas de cole em decomposição, especialmente a couve-flor, podem abrigar um grande número de ácaros Acarídeos.

Monitoramento e decisões de gestão

Nenhum método de monitoramento específico ou limites de ação estão disponíveis. Use um microscópio para examinar fragmentos de vegetação não degradada no solo ou cebolas ou alho voluntários para a presença de ácaros. Para ácaros de bulbo seco e ácaros do trigo, examine a superfície dos dentes de alho ao microscópio para determinar se esses ácaros estão presentes. Consulte Identificação de pragas da cebola e do alho e seus danos para obter fotos de ácaros e dicas de identificação.

As aplicações de pesticidas para ácaros Acarídeos são geralmente preventivas e devem ser consideradas para campos que são ricos em matéria vegetativa ou que tiveram problemas anteriores com ácaros do bulbo. No entanto, permitir a decomposição completa da matéria orgânica do solo antes do plantio é a chave para o manejo dessas pragas.

As aplicações de pesticidas geralmente não são necessárias para o ácaro do bulbo seco e o ácaro do trigo porque os danos causados ​​por esses ácaros raramente ocorrem na Califórnia.

Nome comum Quantidade por acre REI ‡ PHI ‡
(Exemplo de nome comercial) (horas) (dias)
Precauções de pesticidas Proteja a água Calcule VOCs Proteja as abelhas
Nem todos os pesticidas registrados estão listados. A seguir estão classificados com os pesticidas com o maior valor de IPM listados primeiro - os mais eficazes e menos prejudiciais aos inimigos naturais, abelhas e ao meio ambiente estão no topo da tabela. Ao escolher um pesticida, considere as informações relacionadas à qualidade do ar e da água, gerenciamento de resistência e propriedades do pesticida e tempo de aplicação. Sempre leia o rótulo do produto que está sendo usado.
PREPLANTE
UMA. METAM SODIUM * §
(Vapam HL) 37,5-75 gal Ver etiqueta N / D
COMENTÁRIOS: Fumigantes como o metame de sódio são uma fonte de compostos orgânicos voláteis (VOCs), mas são minimamente reativos com outros contaminantes do ar que formam o ozônio.
O intervalo de entrada restrito (REI) é o número de horas (a menos que indicado de outra forma) desde o tratamento até que a área tratada possa ser inserida com segurança sem roupas de proteção. O intervalo de pré-colheita (PHI) é o número de dias do tratamento à colheita. Em alguns casos, o REI excede o PHI. O maior dos dois intervalos é o tempo mínimo que deve decorrer antes da colheita.
* Licença exigida do comissário agrícola do condado para compra ou uso.
§ Não exceda as taxas máximas permitidas pelos Requisitos de Uso de Materiais Restritos do Código de Regulamentações da Califórnia, que podem ser inferiores às taxas máximas de etiqueta.
N / D Não aplicável

Diretrizes de manejo de pragas UC IPM: cebola e alho
Publicação UC ANR 3453


Crescimento estranho relatado nas cinzas?


As galhas podem ser causadas por insetos, ácaros, bactérias, fungos, nematóides e danos mecânicos.

Por Tivon Feeley
Extension Forester
Iowa State University

A Extensão Florestal da Universidade Estadual de Iowa (ISU) recebeu inúmeras perguntas sobre um crescimento estranho e feio em freixos. Os proprietários estão relatando aglomerados verdes ou marrons pendurados nas árvores que parecem um joio. Esses aglomerados são causados ​​por um ácaro eriófito, e o dano é comumente chamado de galha de flor estaminada por cinzas.

Galhas são crescimentos ou inchaços anormais de tecido vegetal danificado. As galhas podem ser causadas por insetos, ácaros, bactérias, fungos, nematóides e danos mecânicos. Eles são comumente encontrados em folhas, galhos, galhos e, ocasionalmente, no tronco principal de uma árvore. No entanto, neste caso, o dano é feito à flor do freixo. As árvores de freixo são dióicas, o que significa simplesmente que a árvore tem todas as flores masculinas (estaminadas) ou todas as flores femininas (pistiladas). Nesse caso, os ácaros estão se alimentando das pequeninas flores masculinas.

Os ácaros são muito pequenos para serem vistos sem a ajuda de uma lente de mão, mas os danos que causaram foram muito perceptíveis este ano, especialmente nas cinzas brancas. Os ácaros passam o inverno sob os botões das flores e começam a se alimentar e botar ovos nas flores em desenvolvimento na primavera. O freixo, em resposta à alimentação dos ácaros, desenvolve um novo tecido de planta malformado (galha) ao redor do ácaro. As galhas, por sua vez, fornecem alguma proteção para o ácaro contra o clima, predadores e parasitas.

As galhas das flores estaminadas com cinzas permanecem na árvore por até dois anos. As galhas são verdes no início, e depois tornam-se marrons a pretas na estação de crescimento. A pesquisa mostrou que esta galha em particular não prejudica a saúde da árvore ou a taxa de crescimento. Em condições extremas, o peso das galhas pode fazer com que galhos menores se tensionem com o peso. Este problema é raro e geralmente afeta freixos jovens recém-plantados.

A próxima pergunta óbvia é por que estamos vendo tantos danos este ano? Os invernos amenos podem ter ajudado o aumento da população de ácaros nos últimos anos, mas há mais nesta história. Muitos proprietários optaram por comprar e plantar apenas freixos sem sementes, que são simplesmente um freixo macho. Plantar as seleções sem sementes ajudou a criar mais “lares” para os ácaros. Depois do fato, muitos proprietários decidiram agora que preferem as sementes temporárias às galhas de prazo ligeiramente mais longo.

As galhas costumam ser um problema estético e o controle químico não é necessário e raramente funciona. Talvez um inverno mais frio ajude a limitar os danos futuros, mas a melhor resposta é diversificar as espécies de árvores plantadas. Ash é uma das árvores mais plantadas em Iowa e tem vários problemas de declínio. Além disso, há preocupação com os danos causados ​​por um inseto chamado broca da cinza esmeralda em Michigan, Indiana e Ohio.

A melhor maneira de ajudar a limitar os danos a qualquer espécie de árvore é a diversidade. Use outras espécies de árvores, como o cafeeiro de Kentucky, Ostrya (pau-ferro), carpa americana, tília, nogueira, larício, bordo, hackberry, carvalhos, gingko, sicômoro e talvez até mesmo um choupo macho nativo (sem algodão).

Contatos:
Tivon Feeley, Ecologia e Gestão de Recursos Naturais, (515) 294-6739, [email protected]
Jean McGuire, Extension Communications and Marketing, (515) 294-7033, [email protected]

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Ácaro pera eriófita

Ácaro da ferrugem da pera (Epitrimerus pyri)

Ácaro-da-bolha (Eriophyes pyri)

Descrição de pragas e danos à cultura Adultos de ácaros eriofídeos não podem ser vistos sem ampliação. Os ácaros da bolha perolada são de cor clara, cilíndricos, afilados na extremidade posterior, com dois pares de patas curtas na frente do corpo. A aparência geral é a de um pequeno verme. As ninfas têm a aparência geral de um adulto, mas são ainda menores. Os ácaros da ferrugem adultos têm forma de cunha e são marrom-amarelados, com dois pares de patas perto da frente do corpo.

Ácaro da bolha perolada se alimentando de folhas causa bolhas avermelhadas a verdes amareladas que se tornam marrons ou pretas conforme o tecido morre no final da temporada. As folhas podem cair prematuramente. A perda de folhagem enfraquece as árvores, reduz o crescimento dos rebentos e interfere na maturação dos frutos e na formação dos botões dos frutos. Alimentar-se de frutas causa manchas irregulares e russetadas. Feeding by pear rust mites on foliage causes bronzing of the leaves, while feeding on the fruit causes russeting, especially around the calyx end but can extend over most of the fruit. Non-russeted cultivars like 'Anjou' and 'Bartlett' are particularly susceptible.

Biology and life history Eriophyid mites overwinter as mature females under outer bud scales. As buds swell in the spring, the mites begin to disperse and will infest developing leaves and fruitlets. Several generations per year may develop, eventually the mites will move to growing terminals. Fruit damage by blister mites is caused by feeding injury to buds before bloom-mites do not reside in the blisters on fruit. Eriophyid mites move from tree to tree, perhaps by wind or carried on birds or insects.

Pest monitoring Scouting for pearleaf blister mite is not effective during the current season, as by the time blisters are noticed the damage is done. Plan on taking action the following fall or spring if damage is noted. If pear rust mites are observed at any time then control may be warranted to limit any further fruit russeting.

Management-chemical control: HOME USE

  • lime sulfur-Applications in the fall can significantly reduce populations of both these mites the following year. Application in the spring before bud swell can also be effective. Some formulations are OMRI-listed for organic use.
  • superior oil-Apply as buds begin to swell. Some formulations are OMRI-listed for organic use.

  • carbaryl-Highly toxic to bees.
  • pyrethrins-Some formulations are OMRI-listed for organic use. Highly toxic to bees.

Management-chemical control: COMMERCIAL USE

  • calcium polysulfide (Sulforix) at 2.5 gal/a + horticultural mineral oil at 1.5 to 2 gal/100 gal water. REI 48 hr. Do not apply after delayed dormant. This product is not currently registered for use in Idaho.
  • lime sulfur at 11 gal/a or at 5 to 7 gal/a + horticultural mineral oil at labeled rates. REI 48 hr. Do not apply after delayed dormant. Some formulations are OMRI-listed for organic use.
  • micronized sulfur at 10 to 20 lb/a. Apply with oil at labeled rates. REI 24 hr. If used after delayed dormant micronized sulfur may injure some varieties. Some formulations are OMRI-listed for organic use.

Growing-season spray for control of pear rust mite

  • abamectin (Agri-Mek SC) at 2.25 to 4.25 oz/a. PHI 28 days. REI 12 hr. Use with an adjuvant see label.
  • carbaryl (Sevin SL) at 1.5 to 3 quarts/a. PHI 3 days. REI 12 hr. Application to pears


Considerations

Rust mite feeding is rarely serious and generally doesn’t cause long-term or severe damage to cypress. Missouri Botanical Garden suggests leaving the mites alone because treatments with pesticides can cause more harm than good by killing off natural predators.

Marylee Gowans has written about gardening for both online and print publications. She attended the University of Akron, graduating with a Master of Fine Arts in creative writing. In 2009, she received master gardener certification from the Master Gardeners of Summit County, Ohio.


Assista o vídeo: Essa calda vai Eliminar dodos os Ácaros das suas Plantas